Всероссийский научно-исследовательский институт физиологии, биохимии и питания животных – филиал Федерального государственного бюджетного научного учреждения «Федеральный научный центр животноводства – ВИЖ имени академика Л.К. Эрнста»
Исследовано влияние холецистокинина (ХЦК) на активность пептидаз (протеолитическая активность, ПА) и гликозидаз (амилолитическая активность, АА) слизистой оболочки кишечника у трёх видов рыб: карп Cyprinus carpio L., плотва Rutilus rutilus (L.) и окунь Perca fluviatilis L. Показано, что через 1 ч. после внутрибрюшинного введения ХЦК увеличивается АА слизистой оболочки кишечника у карпа незначительно, в 1.3 раза (P<0.05). у плотвы, но снижается в 4.9 раза (P<0.05) у окуня. Характер модификации протеолитической активности (ПА) слизистой оболочки кишечника под влиянием ХЦК у тех же особей был близок к таковому АА: у карпа ПА изменялась слабо, увеличивалась в 8.2 раза у плотвы и уменьшалась в 6 раз у окуня. При этом в химусе у окуня ПА увеличивалась (P<0.05), а АА химуса снижалась (P<0.05). Относительная активность обеих групп ферментов в слизистой оболочке кишечника после введения ХЦК у карпа увеличивалась, АА – на 6% (P<0.05) и ПА на 10% (P<0.05) в сравнении с контролем. У плотвы введение ХЦК вызывало увеличение относительной активности гликозидаз и пептидаз на 32 и 724% соответственно. В отличие от бентофагов, у окуня ХЦК снижал АА и ПА в слизистой кишечника на 80 и 83% соответственно, а в химусе выявлены противоположные эффекты ХЦК – увеличение АА и снижение ПА (P<0.05). Обсуждаются механизмы влияния ХЦК на активность пептидаз и гликозидаз в кишечнике у разных видов рыб.
$11. Коротько Г.Ф. Секреция поджелудочной железы. – Краснодар: изд. Куб. гос. мед. унив., 2005. – 312 с.
$12. Кузьмина В.В. Процессы экзотрофии у рыб. Организация. Регуляция. Адаптации. – М.: Полиграф-Плюс, 2015. – 260 с.
$13. Кузьмина В.В. Влияние холецистокинина на активность пептидаз и гликозидаз слизистой оболочки кишечника карпа Cyprinus carpio // Изв. РАН. – 2019. – № 2. – С. 189–196. DOI: 10.1134/S0002332919020097.
$14. Aldman G., Grove D., Holmgren S. Duodenal acidification and intra-arterial injection of CCK8 increase gallbladder motility in the rainbow trout, Oncorhynchus mykiss // Gen. Соmp. Endocrinol. – 1992. – Vol. 86. – P. 20-25.
$15. Einarsson S., Davies P.S., Talbot C. Effect of exogenous cholecystokinin on the discharge of the gallbladder and the secretion of trypsin and chymotrypsin from the pancreas of the Atlantic salmon, Salmo salar L. // Comp. Biochem. Physiol. – 1997. – Vol. 117. – P. 63-67.
$16. Holstein B. Inhibition of gastric acid secretion in the Atlantic cod, Gadus morhua, by sulphated and desulphated gastrin, caerulein, and CCK-octapeptide // Acta Physiol. Scand. – 1982. – Vol. 114. – P. 453-459.
$17. Honkanen R.E., Crim J.W., Patton J.S. Effects of cholecystokinin peptides on digestive enzymes in killifish in vivo // Comp. Biochem. Physiol. – 1988. – Vol. 89A. – P. 655-660.
$18. Le H.T.M.D., Lie K.K., Giroud-Argoud J., Rønnestad I., Sæle Ø. Effects of Cholecystokinin (CCK) on Gut Motility in the Stomachless Fish Ballan Wrasse (Labrus bergylta) // Front. Neurology. – 2019. – Vol. 13. – P. 553. DOI: 10.3389 / fnins.2019.00553. 2019 ecology.
$19. McLaughlin J., Grazia L.M., Jones M.N., D'Amato M., Dockray G.J., Thompson D.G. Fatty acid chain length determines cholecystokinin secretion and effect on human gastric motility // Gastroenterol. – 1999. – Vol. 116. – P. 46–53.
$110. McLaughlin J.T., Lomax R.B., Hall L., Dockray G.J., Thompson D.G., Warhurst G. Fatty acids stimulate cholecystokinin secretion via an acyl chain length-specific, Ca2+-dependent mechanism in the enteroendocrine cell line STC-1 // J. Physiol. – 1998. – Vol. 513. – No. 1. – P. 11-18. DOI: 10.1111/j.1469-7793.1998.011by.x.
$111. Olsson C., Holmgren S. The control of gut motility // Comp. Biochem. Physiol. – 2001. – Vol. 128. – No 3. – P. 481-503.
$112. Rajjo I.M., Vigna S.R., Crim J.W. Cholecystokinin immunoreactivity in the digestive tract of bowfin (Amia calva), bluegill (Lepomis macrochirus), and a bullfog (Rana catesbeiana) // Gen. Comp. Endocrinol. – 1988. – Vol. 70. – P. 133-144.
$113. Rønnestad I. Control and Efficiency of Digestive Function of Marine Fish Larvae // In: Avances en Nutricion Acuicola VI. Memorias del VI Simposium Internacional de Nutricion Acuicola. (Eds. Cruz-Suarez L. E., Ricque-Marie D., Tapia-Salazar M., Gaxiola-Cortes M.G., Simoes N.). – Cancun.Quintana Roo. Mexico. – 2002. – P. 152-165.
$114. Rønnestad I., Kamisaka Y., Conceição L.E.C. et al. Digestive physiology of marine fish larvae: hormonal control and processing capacity for proteins, peptides and amino acids // Aquaculture. – 2007. – Vol. 268. –P. 82-97.
$115. Rønnestad I., Gomes A.S., Murashita K., Angotzi R., Jönsson E., Volkoff H. Appetite-controlling endocrine systems in teleosts // Front. Endocrinol. – 2017. – Vol. 8. – P. 73. DOI: 10.3389/fendo.2017.00073.
$116. Soengas J.L., Cerdá-Reverter J.M., Delgado M.J. Central regulation of food intake in fish: an evolutionary perspective // J. Mol. Endocrin. – 2018. – V. 60. – P. R171-R199.
$117. Tillner R., Ronnestad I., Harboe T., Ueberschar B. Hormonal control of tryptic enzyme activity in Atlantic cod larvae (Gadus morhua): involvement of cholecystokinin during ontogeny and diurnal rhythm // Aquaculture. – 2013. – Vol. 402. – P. 133-140.
$118. Tillner R., Ronnestad I., Dhert P., Ueberschar B. The regulatory loop between gut cholecystokinin and tryptic enzyme activity in sea bass (Dicentrarchus labrax) larvae is influenced by different feeding regimes and trigger substances // Aquaculture. – 2014. – Vol. 420. – P. 139-146.
$119. Velasco C., Bonacic K., Soengas J.L., Morais S. Orally administered fatty acids enhance anorectic potential but do not activate central fatty acid sensing in Senegalese sole post-larvae // J. Exp. Biol. – 2017. – Vol. 220. – P. 677-685. DOI: 10.1242/jeb.150979.
$120. Velasco C., Comesaña S., Conde-Sieira M., Míguez J.M., Soengas J.L. The effects of CCK-8 and GLP-1 on fatty acid sensing and regulation of food intake in trout // J. Mol. Endocrinol. – 2019. – Vol. 62. – No. 3. – P. 101-116. DOI: 10.1530 / JME-18-0212.
$121. Volkoff H. The neuroendocrine regulation of food intake in fish: a review of current knowledge // Front. Neurosci. – 2016. – Vol. 10. – P. 540-571. DOI: 10.3389/fnins.2016.00540.
Wang Y., Prpic V.,Green G.M., Reeve J.R. Jr, Liddle R.A. Luminal CCK-releasing factor stimulates CCK release from human intestinal endocrine and STC-1 cells // AJP Gastrointest. Liver Physiol. – 2002. – Vol. 282. – No. 1. – P. G16-22. DOI:10.1152/ajpgi.2002.282.1.G16