Всероссийский научно-исследовательский институт физиологии, биохимии и питания животных – филиал Федерального государственного бюджетного научного учреждения «Федеральный научный центр животноводства – ВИЖ имени академика Л.К. Эрнста»
ИССЛЕДОВАНИЯ ПО РАЗРАБОТКЕ КУЛЬТУРАЛЬНЫХ СИСТЕМ ДЛЯ СОЗРЕВАНИЯ ООЦИТОВ КРУПНОГО РОГАТОГО СКОТА В УСЛОВИЯХ in vitro: СОСТОЯНИЕ И ПЕРСПЕКТИВЫ
- Номер: 1
- Страницы: 28-53
Журнал: Проблемы биологии продуктивных животных
Аннотация:
Цель работы − систематизация литературных данных и результатов собственных исследований по ряду аспектов, включая оценку возможности созревания ооцитов коров вне организма в безбелковых средах, использование различных гормональных схем для созревания ооцитов in vitro, cозревание ооцитов in vitro с различными препаратами фолликулостимулирующего гормона, а также возможность созревания ооцитов in vitro в среде без гормонов. Воспроизводимые и надежные системы для массового производства эмбрионов крупного рогатого скота в настоящее время имеются во многих лабораториях мира. Культивируемые in vitro ооциты (собранные при убое или посредством трансвагинальной ультразвуковой аспирации от живых животных) после 24-28 ч инкубации дают процент ядерного созревания порядка 80-90%. В процессе оплодотворения in vitro спермой, капацитированной гепарином, достигается нормальная пенетрация на уровне 50-60% с частотой партеногенетической активации и полиспермии в интервале 10-15% и 5-10% соответственно. Культивируя in vitro презумптивные зиготы, из них можно получать до 40% бластоцист. С другой стороны, по качеству такие эмбрионы уступают зародышам, полученным in vivo и даже тем зиготам, которые культивировались в яйцеводах овцы, в том числе по морфологическим признакам и по повышенной чувствительности при замораживании. Отмечается также более высокий процент эмбриональных потерь после нехирургических пересадок эмбрионов, полученных in vitro, что может быть обусловлено плацентарными дефектами. В целом, эти недостатки создают серьёзное препятствие для более эффективного использования полученных in vitro эмбрионов в программах по разведению крупного рогатого скота, в которых предполагается использование современных репродуктивных технологий, в том числе получение близнецов, клонирование и трансгенез. Поэтому существует проблема в том, как повысить жизнеспособность получаемых in vitro эмбрионов и обеспечить удовлетворительный уровень рождаемости живых потомков. Для успешной реализации биотехнологических программ, а также для целей проведения фундаментальных исследований на эмбрионах, необходимо создание оптимальных культуральных систем, обеспечивающих полноценное созревание ооцитов вне организма. Для решения этой задачи целесообразно проводить поиск максимально «определённых» сред, не содержащих белковых компонентов и других ингредиентов природного происхождения, которые могут быть причиной искажения результатов экспериментов. При использовании яйцеклеток в программах по трансгенезу и клонированию, среда созревания может быть насыщенной различными дополнительными составляющими, но необходимо проводить их тщательное предварительное тестирование.
Литература:
1. Амиров А.А., Кривохарченко А.С., Вильянович Л.И., Иванова Л.Б. Индукция суперовуляции у свиней высокоочищенным фолликулостимулирующим гормоном // Сельскохозяйственная биология. – 2002. – № 6. – С. 69-72.
2. Дыбан А.П. Раннее развитие млекопитающих. – Л.: Наука, 1988. – 228 c.
3. Кириенко К.В., Логинов А.Г., Алгулян А.С., Сметанина И.Г., Татаринова Л.В., Рябых В.П. Получение клонированных эмбрионов крупного рогатого скота путем трансплантации ядер соматических клеток в энуклеированные ооциты, дозревавшие in vitro // Сельскохозяйственная биология. – 2007. – № 4. – C. 53-61.
4. Кривохарченко А.С., Сметанина И.Г., Татаринова Л.В. Оплодотворение и развитие ооцитов крупного рогатого скота после сокращенной инкубации со сперматозоидами // Онтогенез. − 2001. − № 4.− C. 283-287.
5. Рябых В.П., Алгулян А.С., Логинов А.Г., Кириенко К.В., Сметанина И.Г., Татаринова Л.В. Развитие in vitro партеногенетических и клонированных эмбрионов крупного рогатого скота при разных способах искусственной активации цитопластов // Сельскохозяйственная биология. – 2009. – № 4. – С. 37- 45.
6. Сметанина И.Г., Татаринова Л.В., Кириенко К.В., Алгулян А.С., Логинов А.Г., Рябых В.П. Использование яйцеклеток крупного рогатого скота, дозревавших в безбелковой культуральной системе, в качестве цитопластов в исследованиях по клонированию // Проблемы биологии продуктивных животных. – 2013. – № 2. – C. 36-41.
7. Сметанина И.Г., Татаринова Л.В., Кривохарченко А.С. Влияние состава культуральных сред на созревание ооцитов и развитие эмбрионов крупного рогатого скота in vitro // Онтогенез. – 2000. – Т. 31. – № 2. – С. 139-143.
8. Сметанина И.Г., Татаринова Л.В., Кривохарченко А.С. Влияние гормонов на созревание ооцитов крупного рогатого скота in vitro // Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. – 2014. – № 5. – С. 655-658.
9. Сметанина И.Г., Татаринова Л.В., Кривохарченко А.С. Использование рекомбинантного фолликулостимулирующего гормона человека для созревания ооцитов крупного рогатого скота in vitro // Материалы международной научно-практической конференции " Пути продления продуктивной жизни молочных коров на основе оптимизации разведения, технологий содержания и кормления животных". – Дубровицы: ВИЖ, 2015. – С. 204-208.
10. Сметанина И.Г., Татаринова Л.В., Рябых В.П. Использование отечественных гонадотропных препаратов для созревания ооцитов крупного рогатого скота in vitro // Материалы международной конференции "Современные достижения и проблемы биотехнологии сельскохозяйственных животных". – Дубровицы: BИЖ, 2003. – С. 134-136.
11. Сметанина И.Г., Татаринова Л.В., Кривохарченко А.С. Оплодотворение ооцитов крупного рогатого скота in vitro в безбелковой культуральной системе // Онтогенез. – 2006. – № 6. – С. 438-443.
12. Сметанина И.Г., Татаринова Л.В., Рябых В.П. Использование отечественных гонадотропных препаратов для созревания ооцитов крупного рогатого скота in vitro // Материалы международной конференции "Современные достижения и проблемы биотехнологии сельскохозяйственных животных". – Дубровицы: BИЖ, 2003. – С. 134-136
13. Adams G.P., Singh J., Baerwald A.R. Large animal models for the study of ovarian follicular dynamics in women // Theriogenology. – 2012. – Vol. 78. – P. 1733-1748.
14. Afnan M. Identifying real differences in live birth rates between HMG and rFSH in IVF // Reprod. Biomed. Online. – 2009. – Vol. 18. – Suppl. 2. – P. 25-30.
15. Alberio R., Palma G.A. Development of bovine oocytes matured in a defined medium supplemented with a low concentration of rhFSH // Theriogenology. – 1998. – Vol. 49. – P. 195-198.
16. Al-Inany H.G., Abou-Setta A.M., Aboulghar M.A., Mansour R.T., Serour G.J. Highly purified hMG achieves better pregnancy rates in IVF cycles but not ICSI cycles compared with recombinant FSH: a meta-analysis // Gynecol. Endocrin. – 2009. – Vol. 25. – P. 372-378.
17. Ali A., Sirard M.A. Effect of the absence or presence of varios protein supplements on further development of bovine oocytes during in vitro maturation // Biol. Reprod. – Vol. 66. – P. 901-905.
18. Anderiesz C., Ferraretti A., Magli C., Fiorentino A., Fortini D., Gianarolli L., Jones G.M., Trounson A.O. Effect of recombinant human gonadotrophins on human, bovine and murine oocyte meiosis, fertilization and embryonic development // Hum. Reprod. – 2000. – Vol. 15. – P. 1140-1148.
19. Ball G.D., Leibfried M.L., Lenz R.W., Ax R.L., Bavister B.D., First N.L. Factors affecting successful in vitro fertilization of bovine follicular oocytes // Biol. Reprod. – 1983. – Vol. 28. – P. 717-725.
20. Bao B., Garverick H.A., Smith G.W., Smith M.F., Salfen B.E., Youngquist R.S. Changes in messenger ribonucleic acid encoding luteinizing hormone receptor, cytochrome P450 side chain cleavage, and aromatase are associated with recruitment and selection of bovine ovarian follicles // Biol. Reprod. – 1997. −Vol. 56. – P. 1158-1168.
21. Bavister B.D., Leibfried M.L., Lieberman G. Development of рreimplantation embryos of the golden hamster in a defined culture medium // Biol. Reprod. – 1983. – Vol. 28. – P. 235-247.
22. Bettegowda A., Lee K.B., Smith G.W. Cytoplasmic and nuclear determinants of the maternal-to-embryonic transition // Reprod. Fertil. Dev. – 2008. – Vol. 20. – P. 45-53.
23. Bianchi P.H.D., Serafini P., da Rocha A.M., Hassun P.A., da Motta E.L.A., Baruselli P.S., Baracat E.C. Follicular waves in the human ovary; a new physiological paradigm for novel ovarian stimulation protocols // Reprod. Sci. 2010. –Vol. 17. – P. 1067-1076.
24. Bjercke S., Tanbo T., Abyholm T., Omland A., Opien H.K., Fedorcsak P. Clinical outcome following stimulation with highly purified hMG or recombinant FSH in patients undergoing their first treatment cycle of IVF or ICSI // Acta Obstet. Gynecol. Scand. – 2010. – Vol. 89. – P. 1053-60.
25. Bouquet M., Selva J., Auroux M. The incidence of chromosomal abnormalities in frozen-thawed mouse oocytes after in vitro fertilization // Hum. Reprod. – 1992. – Vol. 7. – P. 76-80.
26. Caixeta E.S., Machado M.F., Ripamonte P., Price C., Buratini J. Effects of FSH on the expression of receptors for oocyte-secreted factors and members of the EGF-like family during in vitro maturation in cattle // Reprod. Fertil. Dev. – 2012. – Vol. 25. – P. 890-899.
27. Calder M.D., Caveney A.N., Westhusin M.E., Watson A.J. Cyclooxygenase-2 and prostaglandin E2 (PGE2) receptor messenger RNAS are affected by bovine oocyte maturation time and cumulus-oocyte complex quality, and PGE2 induces moderate expansion of the bovine cumulus in vitro // Biol. Reprod. – 2001. – Vol. 65. – P. 135-140.
28. Carroll J., Jones K.T., Whittingham D.G. Ca2+ release and the development of Ca2+ release mechanisms during oocyte maturation // Rev. Reprod. – 1996. – Vol. 1. – P. 137-143.
29. Carroll J., Warnes G.M., Matthews C.D. Increase in digyny explains polyploidy after in vitro fertilization of frozen-thawed mouse oocytes // J. Reprod. Fert. – 1989. – Vol. 85. – P. 489-494.
30. Carvalho P.D., Hackbart K.S., Bender R.W., Baez G.M., Dresch A.R., Guenther J.N., Souza A.H., Fricke P.M. Use of a single injection of long-acting recombinant bovine FSH to superovulate Holstein heifers: a preliminary study // Theriogenology. – 2014. – Vol. 82. – P. 481-489.
31. Chen L., Mao S.J.T., Larsen W.J. Identification of a factor in fetal bovine serum that stabilizes the cumulus extracellular matrix // J. Biol. Chem. – 1992. – Vol. 267. – P. 12380-12386.
32. Chen L., Wert S.E., Hendrix E.M., Russel P.T., Cannon M., Larsen W.J. Hyaluronic acid synthesis and gap junction endocytosis are necessary for normal expansion of the cumulus mass // Mol. Reprod. Dev. – 1990. – Vol. 26. – P. 236-247.
33. Сoomarasamy A., Afnan M., Cheema D., van der Veen F., Bossoyt P.M., van Wely M. Urinary hMG versus recombinant FSH for controlled ovarian hyperstimulation following an agonist long down-regulation protocol in IVF or ICSI treatment: a systematic review and meta-analysis // Human Reproduction. – 2008. – Vol. 23. – P. 310-315.
34. Eppig J.J. Gonadotropin stimulation of the expansion of cumulus oophori isolated from mice: general conditions for expansion in vitro // J. Exp. Zool. – 1979. – Vol. 208. – P. 111-120.
35. Eppig J.J. Coordination of nuclear and cytoplasmic oocyte maturation in eutherian mammals // Reprod. Fertil. Dev. – 1996. – Vol. 8. – P. 485-489.
36. Eppig J.J., Wigglesowth K., O′ Brien M.J. Comparision of embryonic developmental competence of mouse oocytes grown with and without serum // Mol. Reprod. Dev. – 1992. – Vol. 32. – P. 33-40.
37. Frydman R., Howles C.M., Fruong F. A double-blind, randomized study to compare recombinant human follicle stimulating hormone (FSH; Gonal-F) with highly purified urinary FSH (Metrodin HP) in women undergoing assisted reproductive techniques including intracytoplasmic sperm injection // Human Reproduction. – 2000. – Vol.15. – P. 520-525.
38. Fujiwara T., Nakade K., Shirakawa H., Miyazaki S. Development of inositol trisphosphate-induced calcium release mechanisms during maturation of hamster oocytes // Dev. Biol. – 1993. – Vol. 156. – P. 69-79.
39. Fukui Y., Ono H. Effects of sera, hormones and granulose cells added to culture medium for in vitro maturation, fertilization, cleavage and development of bovine oocytes // J. Reprod. Fertil. – 1989. – Vol. 86. – P. 501-506.
40. Fukushima M., Fukui Y. Effects of gonadotropins and steroids on the subsequent fertilizability of extrafollicular bovine oocytes cultured in vitro // Anim. Reprod. Sci. – 1985. – Vol. 9. – P. 323-332.
41. Gilchrist R.B., Thompson J.G. Oocyte maturation: Emerging concepts and technologies to improve developmental potential in vitro // Theriogenology. – 2007. – Vol. 67. – P. 6-15.
42. Gutnisky C., Dalvit G.C., Pintos L.N., Thompson J.G., Beconi M.T., Cetica P.D. Influence of hyaluronic acid synthesis and cumulus mucification on bovine oocyte in vitro maturation, fertilization and embryo development // Reprod. Fertil. Dev. – 2007. – Vol.19. – P. 488-497.
43. Furnus C.C., De Matos D.G., Moses D.F. Cumulus expansion during in vitro maturation of bovine oocytes: relationship with intracellular glutathione level and its role on subsequent embryo development // Mol. Reprod. Dev. – 1998. – Vol. 51. – P. 76-83.
44. Harper K.M., Brackett B.G. Bovine blastocyst development after in vitro maturation in a defined medium with epidermal growth factor and low concentrations of gonadotropins // Biol. Reprod. – 1993. – Vol. 48. – P. 409-416.
45. Herschman H.R. Review: prostaglandin synthase-2 // Biochim. Biophys. Acta. – 1996. – Vol. 1299. – P. 125-140.
46. Hirao Y. Conditions affecting growth and developmental competence of mammalian oocytes in vitro // Anim. Sci. J. – 2011. –Vol. 82. – P. 187-197.
47. Inaba T., Mori J., Ohmura M. Baculovirus-insect cell production of bioactive porcine FSH // Theriogenology. – 1997. – Vol. 47. – P. 491-499.
48. Ireland J.J., Roche J.F. Development of antral follicles in cattle after prostaglandin-induced luteolysis: changes in serum hormones, steroids in follicular fluid, and gonadotropin receptors // Endocrinology. – 1982. – Vol. 111. – P. 2077-2086.
49. Izadyar F., Zeinstra E., Bevers M.M. Follicle stimulating hormone and growth hormone act differently on nuclear maturation while both enhance developmental competence of in vitro matured bovine oocytes // Mol. Reprod. Dev. – 1998. – Vol. 51. – P. 339-345.
50. Jee B.C., Suh C.S., Kim Y.B., Kim S.H., Moon S.Y. Clinical efficacy of highly purified hMG versus recombinant FSH in IVF/ICSI cycles: a meta-analysis // Gynecol. Obstet. Invest. – 2010. – Vol. 70. – P. 132-137.
51. Jinno M., Sandow B.A., Iizuka R., Hodgen G.D. Full physiological maturation in vitro of immature mouse oocytes induced by sequential treatment with follicle-stimulating hormone and luteinizing hormone // J. In Vitro Fert. Embryo Transf. – 1990. – Vol. 7. – P. 285-291.
52. Keene J.L., Matzuk M.M., Otani T., Fauser B.C.J.M., Galway A.B., Hsuesh A.J.W., Boime J. Expression of biologically active human folltropin in Chinese hamster ovary cells // J. Biol. Chem. – 1989. – Vol. 264. – P. 4769-4775.
53. Keskintepe L., Burnley C.A., Brackett B.G. Production of viable bovine blastocysts in defined in vitro conditions // Biol. Reprod. – 1995. – Vol. 52. – P. 1410-1417.
54. Keskintepe L., Brackett B.G. In vitro developmental competence of in vitro matured bovine oocytes fertilized and cultured in completely defined media // Biol. Reprod. – 1996. – Vol. 55. – P. 333-339.
55. Krisher R.L. In vivo and in vitro environmental effects on mammalian oocyte quality // Annu. Rev. Anim. Biosci. – 2013. – Vol.1. – P. 393-417.
56. Lazzari G., Wrenzycki C., Herrmann D., Duchi R., Kruip T., Niemann H., Galli C. Cellular and molecular deviations in bovine in vitro produced embryos are related to the large offspring syndrome // Biol. Reprod. – 2002. – Vol. 67. – P. 767-775.
57. Leidenfrost S., Boelhauve M., Reichenbach M., Gungor T., Reichenbach H.D., Sinowatz F., Wolf E., Habermann F.A. Cell arrest and cell death in mammalian preimplantation development: lessons from the bovine model // PLoS One. – 2011. – Vol. 6. – P. 1-13.
58. Leoni G., Bogliolo L., Pintus P., Ledda S., Naitana S. Sheep embryos derived from FSH/eCG treatment have a lower in vitro viability after vitrification than thouse derived from FSH treatment // Reprod. Nutr. Dev. – 2001. – Vol. 41. – P. 239-246.
59. Lonergan P., Carolan C., Mermillod P. Development of bovine embryos in vitro following oocytes maturation under defined conditions // Reprod. Nutrit. Develop. – 1994. – Vol. 34. – P. 329-339.
60. Lopes da Costa L., Chagas e Silva J., Robalo Silva J. Superovulatory response, embryo quality and fertility after treatment with different gonadotropins in native cattle // Theriogenology. – 2001. – Vol. 56. – P. 65-77.
61. Malhi P.S., Adams G.P., Singh J. Bovine model for the study of reproductive aging in women: follicular, luteal, and endocrine characteristics // Biol. Reprod. – 2005. – Vol.73. – P. 45-53.
62. Mannaerts B.M.J.L., de Leeuw R., Geelen J., Van Ravestein A., Van Wezenbeek P., Schuurs A., Kloosterboer H. Comparative in vitro and in vivo studies on the biological characteristics of recombinant human follicle-stimulating hormone // Endocrinology. – 1991. –Vol. 129. – P. 2623-2630.
63. Maro B., Johnson M.J., Pickering S.J., Flach G. Changes in actin distribution during fertilization of the mouse egg // J. Embryol. Exp. Morphol. – 1984. – Vol. 81. – P. 211-237.
64. Merriman J.A., Whittingham D.G., Carroll J. The effect of follicle stimulating hormone and epidermal growth factor on the developmental capacity of in vitro matured mouse oocytes // Hum. Reprod. –1998. – Vol. 13. – P. 690-695.
65. Moro F., Scarinci E., Palla C., Romani F., Familiari A., Tropea A., Leoncini E., Lanzone A., Apa R. Highly purified hMG versus recombinant FSH plus recombinant LH in intrauterine insemination cycles in women >35years: a RCT // Hum. Reprod. – 2015. – Vol. 30. – P. 179-185.
66. Mehta T.S., Kiessling A.A. Development potential of mouse embryos conceived in vitro and cultured in ethylenediaminetetraacetic acid with or without amino acids or serum // Biol. Reprod. – 1990. – Vоl. 43. – P. 600-606.
67. Newcomb R., Christie W.B., Rowson L.E.A. Birth of calves, after in vivo fertilization of oocytes removed from follicles and matured in vitro // Vet. Rec. – 1978. – Vol. 102. – P. 461-462.
68. Nuttinck F., Peynot N., Humblot P., Massip A., Dessy F., Flechon J.E. Comparative immunohistochemical distribution of connexin 37 and connexin 43 throughout folliculogenesis in the bovine ovary // Mol. Reprod. Dev. – 2000. – Vol. 57. – P. 60-66.
69. Perreault S.D., Barbee R.R., Slott V.L. Importance of glutathione in the acquisition and maintenance of sperm nuclear decondensing activity in maturing hamster oocytes // Dev. Biol. – 1988. – Vol. 125. – P. 181-186.
70. Platteau P., Nyboe Andersen A., Loft A., Smitz J., Danglas P., Devroey P. Highly purified HMG versus recombinant FSH for ovarian stimulation in IVF cycles // Reprod. Biomed. Online. – 2008. – Vol. 17. – P. 190-198.
71. Popova E., Krivokharchenko A., Ganten D., Bader M. Comparison between PMSG- and FSH-induced superovulation for the generation of transgenic rats // Mol. Reprod. Dev. – 2002. – Vol. 63. – P. 177-182.
72. Rizos D., Ward F., Duffy P., Boland M.P., Lonergan P. Consequences of bovine oocyte maturation, fertilization or early embryo development in vitro versus in vivo: Implication for blastocyst yield and blastocyst quality // Mol. Reprod. Dev. – 2002. – Vol. 61. – P. 234-248.
73. Roberts R., Iatropoulou A., Ciantar D., Stark J., Becker D., Franks S., Hardy K. Follicle-stimulating hormone affects metaphase I chromosome alignment and increases aneuploidy in mouse oocyte matured in vitro // Biol. Reprod. – 2005. – Vol. 72. – P. 107-118.
74. Saeki K., Leibfried-Rutledge M.L., First N.L. Are fetal calf serum and hormones necessary during in vitro maturation of cattle oocytes for subsequent development? // Theriogenology. – 1990. – Vol. 33. – P. 316.
75. Saeki K., Hoshi M., Leibfried-Rutledge M.L., First N.L. In vitro fertilization and development of bovine oocytes matured in serum-free medium // Biol. Reprod. – 1991. – Vol. 44. – P. 256-260.
76. Salustri A., Yanagishita M., Hascall V. Synthesis and accumulation of hyaluronic acid and proteoglycans in the mouse cumulus cell oocyte complex during follicle stimulating hormone induced mucification // J. Biol. Chem. – 1989. – Vol. 264. – P. 13840-13847.
77. Schats R., Sutter P.D., Bassil S., Kremer J.A., Tournaye H., Donnez J. Ovarian stimulation during assisted reproduction treatment: a comparison of recombinant and highly purified urinary human FSH. On behalf of The Feronia and Apis study group // Hum. Reprod. – 2000. – Vol. 15. – P. 1691-1697.
78. Sirard M.A., First N.L. In vitro inhibition of oocyte nuclear maturation in the bovine // Biol. Reprod. – 1988. –Vol. 39. – P. 229-234.
79. Suss H., Wuthrich K., Stransinger J.G. Chromosome configurations and time sequence of the first meiotic division in bovine oocytes matured in vitro // Biol. Reprod. – 1988. – Vol. 38. – P. 871-880.
80. Sutovsky P., Flechon J.E., Flechon B., Motlik J., Peynot N., Chesne P., Heyman Y. Dinamic changes of gap junctions and cytoskeleton during in vitro culture of cattle oocyte cumulus complexes // Biol. Reprod. – 1993. – Vol. 49. – P. 1277-1287.
81. Sutton M.L., Gilchrist R.B., Thompson J.G. Effects of in vivo and in vitro environments on the metabolism of the cumulus-oocyte complex and its influence on oocyte developmental capacity // Hum. Reprod. Update. – 2003. – Vol. 9. – P. 35-48.
82. Sutton-McDowall M.L., Gilchrist R.B., Thompson J.G. Cumulus expansion and glucose utilization by bovine cumulus-oocyte complexes during in vitro maturation: the influence of glucosoamine and follicle-stimulating hormone // Reproduction. – 2004. – Vol. 128. – P. 313-319.
83. Tajik P., Niwa K. Effects of caffeine and/or heparin in a chemically defined medium with or without glucose on in penetration of bovine oocytes and their subsequent development // Theriogenology. – 1998. – Vol. 49. – P.771-777.
84. Tajik P., Wang W., Okuda K., Niwa K. In vitro fertilization of bovine oocytes in a chemically defined, protein-free medium varying the bicarbonate concentration // Biol. Reprod. – 1994. – Vol. 50. – P. 1231-1237.
85. Takagi M., Kim J.H., Izadyar F., Hyttel P., Bevers M.M., Dieleman S.J., Hendriksen P.J.M., Vos P.L. Impaired final follicular maturation in heifers after superovulation with recombinant human FSH // Reproduction. – 2001. – Vol.121. – P. 941-951.
86. Tervit H.R., Whittingham D., Rowson L. Successful culture in vitro of sheep and cattle ova // J. Reprod. Fertil. – 1972. – Vol. 30. – P. 493-497.
87. Van De Sandt J.J.M., Schroeder A.C., Eppig J.J. Culture media for mouse oocyte maturation affect subsequent embryonic development // Mol. Reprod. Dev. – 1990. – Vol. 25. – P. 164-171.
88. Van Wezenbeek P., Draaijer J., van Meel F., Olijve W. Recombinant follicle-stimulating hormone I. Construction, selection and characterization of a cell line // In: From clone to clinic, developments in biotherapy. – Kluwer Academic, Dordrecht, Netherlands, 1990. – Vol.1. – P. 245-251.
89. Webb M., Howlett S.K., Maro B. Parthenogenesis and cytoskeletal organization in ageing mouse eggs // J. Embryol. Exp. Morphol. – 1986. – Vol. 95. – P. 131-145.
90. Wilson J.M., Jones A.L., Moore K., Looney C.R., Bondioli K.L. Superovulation of cattle with a recombinant-DNA bovine follicle-stimulating hormone // Anim. Reprod. Sience. – 1993. – Vol. 33. – P. 71-82.
91. Wrenzycki C., Herrmann D., Lucas-Hahn A., Korsawe K., Lemme E., Niemann H. Messenger RNA expression patterns in bovine embryos derived from in vitro procedures and their implications for development // Reprod. Fertil. Dev. – 2005. – Vol. 17. – P. 23-35.
92. Wrenzycki C., Stinshoff H. Maturation environment and impact on subsequent developmental competence of bovine oocytes // Reprod. Dom. Anim. – 2013. – Vol. 48. − Suppl. − P. 38-43.
93. Ye H., Huang G., Pei L., Zeng P., Luo X. Outcome of in vitro fertilization following stimulation with highly purified hMG or recombinant FSH in downregulated women of advanced reproductive age: a prospective, randomized and controlled trial // Gynecol. Endocrinol. – 2012. – Vol. 28. – P. 540-544.
94. Younis A.J., Brackett B.G., Fayer-Hosken R.A. Influence of serum and hormones on bovine oocyte maturation and fertilization in vitro // Gamete Res. – 1989. – Vol. 23. – P. 189-201.
95. Ziebe S., Lundin K., Janssens R., Helmaard L., Arce J.C. Influence of ovarian stimulation with HP-hMG or recombinant FSH on embryo quality parameters in patients undergoing IVF// Hum. Reprod. – 2007. – Vol. 22. – P. 2404-2413.
96. Zuelke K.A., Brackett B. Luteinizing hormone-enhanced in vitro maturation of bovine oocytes with and without protein supplementation // Biol. Reprod. – 1990. – Vol. 43. – P. 784-787.