Всероссийский научно-исследовательский институт физиологии, биохимии и питания животных – филиал Федерального государственного бюджетного научного учреждения «Федеральный научный центр животноводства – ВИЖ имени академика Л.К. Эрнста»
Цель работы - изучение влияния комплекса факторов – ферментов химуса, гормонов
стресса, липидов пищи и эффектов кооперативности на температурные характеристики
пептидаз в кишечнике у чехони Pelecus cultratus (L.), сем. карповые Cyprinidae. Рыбы
выловлены в Волжском плесе Рыбинского водохранилища в августе 2018 г. Извлечённый
пищеварительный тракт освобождали от жира, кишечник разрезали вдоль, изымали
содержимое, отделяли слизистую оболочку кишечникаи готовили её гомогенаты с
использованием охлаждённого раствора Рингера для холоднокровных животных (рН 7.4).
Гомогенаты и субстрат инкубировали при температуре 20 и 40 ºС или в диапазоне температур
0-70ºС в течение 30 мин. Для определения суммарной активности эндо- и экзопептидаз в
качестве субстрата использовали казеин. Активность пептидаз (АП) определяли по приросту
тирозина за 1 мин инкубации с учетом фона в расчёте на 1 г ткани. Показано, что характер
температурной зависимости АП слизистой оболочки кишечника, центрифугата и химуса
различается незначительно, соответствуя классической колоколообразной форме,
температурный оптимум пептидаз находится в области 50ºС, относительная активность не
превышает 19% от максимальной активности. Добавление химуса к гомогенату слизистой
слабо влияет на характер температурной зависимости ферментов. Относительная АП химуса
при 0ºС несколько выше (23.2%) по сравнению с таковой ферментов, функционирующих в
составе гомогената и центрифугата, что ставит под сомнение высказанное авторами ранее
предположение о том, что более высокая скорость протеолиза в зоне низких температур у
чехони обусловлена эффектом кооперативного взаимодействия ферментов в цепи пептидаз.
Установлено, что наличие гормонов в инкубате также слабо влияет на температурную
зависимость пептидаз, в то время как наличие в инкубате суспендированного оливкового
масла сохраняет более 50% АП в зоне низких температур. Высказано предположение, что
высокое содержание в объектах питания чехони ненасыщенных жирных кислот могло
способствовать поддержанию высокой пластичности клеточных мембран, а также напрямую
влиять на активные центры ферментов, повышая АП слизистой при низких температурах.
1. Кузьмина В.В. Влияние температуры на уровень общей протеолитической активности
пищеварительного тракта некоторых видов пресноводных костистых рыб // Вопросы ихтиологии. –
1990. – № 30. – Вып. 4. – С. 668-677.
2. Кузьмина В.В., Воронина У.В., Грачева Е.Л. Активность и температурные характеристики пептидаз
слизистой оболочки кишечника у чехони Pelecuscultratus(L.) // Проблемы биологии продуктивных
животных. – 2017. – № 4. – С. 40-47.
3. Кузьмина В.В, Помазанская Л.Ф., Забелинский С.А., Пустовой В.К. Особенности жирнокислотного
состава слизистой кишечника рыб в летний период // Журнал эволюционной биохимии и
физиологии. – 1984. – Т. 20. – № 5. – С. 542-545.
4. Плисецкая Э.М. Гормональная регуляция углеводного обмена у низших позвоночных. - Л.: Наука,
1975. - 215 с.
5. Решетников Ю.С. (Ред.). Аннотированный каталог круглоротых и рыб континентальных вод России.
- М.: Наука, 1998. - 220 с.
6. Сущик Н.Н. Роль незаменимых жирных кислот в трофометаболических взаимодействиях в
пресноводных экосистемах (обзор) // Журнал общей биологии.– 2008. – Т. 69. – № 4. – С. 299-316.
7. Уголев А.М., Кузьмина В.В. Пищеварительные процессы и адаптации у рыб. - СПб:
Гидрометеоиздат, 1993. - 238 с.
8. AnsonM. Theestimation of pepsin, trypsin, papain and cathepsin with hemoglobin // J. Gen. Physiol.
1938. Vol. 22. P. 79-83.
9. Ásgeirsson B., Fox J.W., Bjarnason J.B. Purification and characterization of trypsin from the poikilotherm
Gadusmorhua // Eur. J. Biochem. 1989 Vol.180. – P. 85-94.
10. Barton B.A. Stress in fishes: A diversity of responses with particular reference to changes in circulation
corticosteroids // Integ. Comp. Biol. – 2002. – Vol. 42. – P. 517-525.
11. Bezerra R.S., Santos J.F., Paiva P.M.G., Correia M.T.S., Coelho L.C.B.B., Vieira V.L.A., Carvalho L.B.Jr.
Partial purification and characterization of a thermostable trypsin from pyloric caeca of tambaqui
(Colossomamacropomum) // J. Food Biochem. – 2001. – Vol. 25. – P. 199-210.
12. Farcaš T., Herodek S. Seasonal changes in the fatty acid composition of fresh water crustaceans // Ann.
Boil. Tihany. – 1961. – Vol. 28. – P. 9-94.
13. Kishimura H., Tokuda Y., Klomklao S., Benjakul S., Ando S. Enzymatic characteristics of trypsin from
pyloric ceca of spotted mackerel (Scomberaustralasicus) // J. Food Biochem. – 2006. – Vol. 30. – P. 466-477.
14. Kuz’mina V.V., Skvortsova E.G., Shalygin M.V., Kovalenko E.E. Role of peptidases of the enteral
microbiota and preys in temperature adaptations of the digestive system in planktivorous and benthivorous
fish // Fish Physiol. Biochem. – 2015. – Vol. 41. – No. 6. – P. 1359-1368.
15. Kuz’mina V.V., Skvortsova E.G., Shalygin M.V. Role of peptidases of the enteric microbiota and prey in
temperature adaptations of the digestive system in boreal carnivorous fish // Inland Water Biol. – 2019. –
Vol. 12. – No. 2. – P. 231-239.
16. Mommsen Th.P., Mathilakath M.V., Moon Th.W. Cortisol in teleosts: dynamics, mechanisms of action, and
metabolic regulation // Fish Biol. Fish. – Vol. 199. – No. 9. – P. 211-268.
17. Pavlisko A., Rial A., Coppes Z. Characterization of trypsin purified from the pyloric caeca of the southwest
Atlantic white croaker Micropogohiasfurnieri (Sciaenidae) // J. Food Biochem. – 1997. – Vol. 21. – P. 383-
400.
18. Pavlisko A., Rial A., Coppes Z. Purification and characterizationof a protease from the pyloric caeca of
menhaden (Brevoortiaspp) and mullet (Mugilspp) from the southwest Atlantic region // J. Food Biochem. –
1999. – Vol. 23. – P. 225-241.
19. Pavlisko A., Rial A., de Vecchi S., Coppes Z. Properties of pepsin and trypsin isolated from the digestive
tract of Paronasignata “Palometa” // J. Food Biochem. – 1997. – Vol. 21. – P. 289-308.
20. Soengas J.L., Aldegunde M. Energy metabolism of fish brain // Comp. Biochem. Physiol. Part B. – 2002. –
Vol. 131. – P. 271-296.
21. Wendelaar Bonga S. E.The stress response in fish // Physiol. Rev. – 1997. – Vol. 77. – No. 3. – P. 591-625.