Всероссийский научно-исследовательский институт физиологии, биохимии и питания животных – филиал Федерального государственного бюджетного научного учреждения «Федеральный научный центр животноводства – ВИЖ имени академика Л.К. Эрнста»
1Еримбетов К.Т., 2Обвинцева О.В., 2Софронова О.В.
1Научно-исследовательский технологический центр «Превентивная информационная
медицина», Обнинск; 2ВНИИ физиологии, биохимии и питания животных - филиал ФНЦ животноводства - ВИЖ им. Л.К. Эрнста, Боровск Калужской обл., Российская Федерация
В последние годы выявлен ряд новых функций незаменимых аминокислот с алифатическими разветвлёнными цепями (АРЦ) при различных состояниях организма у животных и человека. Эти аминокислоты участвуют в регуляции метаболизма не только белков, но также липидов и углеводов, поддерживают здоровье молочных желез и кишечника, повышают качество молока и помогают в ранней имплантации и развитии эмбрионов. АРЦ (особенно лейцин) повышают синтез белков, и в настоящее время они рассматриваются как кормовые добавки для улучшения мясной продуктивности и качества мяса при выращивании и откорме свиней. Основные разделы обзора: метаболические функции лейцина, изолейцина и валина; метаболизм АРЦ; функции АРЦ как сигнальных молекул; значение АРЦ в питании животных. Новые аспекты метаболических и регуляторных функций АРЦ включают в себя ряд закономерностей: 1) недостаточный или чрезмерный уровень их в рационе усиливает липолиз; 2) эти аминокислоты, особенно изолейцин, играют важную роль в утилизации глюкозы за счет активации транспортёров глюкозы в кишечнике и мышцах; 3) эти аминокислоты усиливают развитие кишечника, транспорт аминокислот в кишечнике и производство муцина; 4) лейцин, изолейцин и валин участвуют в регуляции врождённых и адаптивных иммунных ответов. В ближайшей перспективе использование высокопроизводительной функциональной геномики, метаболомики и протеомики позволит в большей мере раскрыть функции АРЦ в экспрессии генов, синтезе белков и регуляции метаболизма.
$11. Еримбетов К.Т., Обвинцева О.В., Соловьева А.Г., Федорова А.В., Земляной Р.А. Сигнальные пути и факторы регуляции синтеза и распада белков в скелетных мышцах (обзор). // Проблемы биологии продуктивных животных. 2020. № 1. С. 24-33.
$12. Обвинцева О.В., Еримбетов К.Т., Михайлов В.В. Потребность поросят в аминокислотах с разветвлёнными боковыми цепями в зависимости от состава рациона. // Проблемы биологии продуктивных животных. 2020. № 3. С. 89- 97.
$13. Попова Т.С., Шестапалов А.Е., Тамазашвили Т.Ш., Лейдерман И.Н. Нутритивная поддержка больных в критических состояниях. М.: Издат. дом "М-Вести", 2002. 320 с.
$14. Шейбак В.М. Лейцин, изолейцин, валин: биохимические основы разработки новых лекарственных средств. Гродно: ГрГМУ, 2014. 244 с.
$15. Шейбак В.М. Мацюк Я.Р. Жмакин А.И. Андреев В.П. Низкомолекулярные биорегуляторы: лейцин. // Труды Гродн. Госмедуниверситета. Гродно. 2003. С. 68-70.
$16. Шейбак В.М. Регуляция и патофизиологическое значение метаболизма аминокислот с разветвленной углеводородной цепью. // Здравоохранение. 1999. № 6. С. 25-27.
$17. Abdalla S.A.S., Elfaghi R. A perspective on interaction between lipid and branched chain amino acids (BCAA) in developing insulin resistance. // Medicine. 2014. Vol. 1. P. 8-12.
$18. Brennan S.C., Davies T.S., Schepelmann M., Riccardi D. Emerging roles of the extracellular calcium-sensing receptor in nutrient sensing: control of taste modulation and intestinal hormone secretion. // Br. J. Nutr. 2014. Vol. 111. S16-S22. doi: 10.1017/S0007114513002250
$19. Baquet A., Lavoinne A., Hue L. Comparison of the effects of various amino acids on glycogen synthesis, lipogenesis, and ketogenesis in isolated rat hepatocytes. // Biochem. J. 1991. Vol. 273. P. 57-62.
$110. Block K.P., Aftring R.P., Buse M.G. Regulation of rat liver branched-chain alpha-keto acid dehydrogenase activity by meal frequency and dietary protein. // J. Nutr. 1990. Vol. 120. P. 793-799.
$111. Bloomgarden Z. Diabetes and branched-chain amino acids: What is the link? // J Diabetes. 2018. Vol. 10. No. 5. P. 350-352. doi: 10.1111/1753-0407.12645
$112. Cemin H.S., Tokach M.D., Woodworth J.C., Dritz S.S., DeRouchey J.M., Goodband R.D. Branched-chain amino acid interactions in growing pig diets. //Transl. Anim. Sci. 2019. Vol. 3. No.4. P. 1246-1253. DOI:10.1093/tas/txz087
$113. Cummings D.E., Overduin J. Gastrointestinal regulation of food intake. // J. Clin. Invest. 2007. Vol. 117. P.13-23. doi: 10.1172/JCI30227
$114. Columbus D.A., Fiorotto M.L., Davis T.A. Leucine is a major regulator of muscle protein synthesis in neonates. // Amino Acids. 2015. Vol. 47. No. 2. P. 259-270. DOI: 10.1007/s00726-014-1866-0
$115. Columbus D.A., Steinhoff-Wagner J., Suryawan A., Nguyen H.V., Hernandez-Garcia A., Fiorotto M.L., Davis T.A. Impact of prolonged leucine supplementation on protein synthesis and lean growth in neonatal pigs. //Am. J. Physiol. Endocrinol. Metabol. 2015. Vol. 309. P. 601-610.
$116. Chotechuang N., Azzout-Marniche D., Bos C. mTOR, AMPK, and GCN2 coordinate the adaptation of hepatic energy metabolic pathways in response to protein intake in the rat. // Am. J. Physiol. Endocr. Metab. 2009. Vol. 297. P. 1313-1323.
$117. Duan Y.H., Zeng L.M., Li F.N., Kong X.F., Xu K., Guo Q.P., Wang W.L., Zhang L.Y. β-hydroxy-β-methyl butyrate promotes leucine metabolism and improves muscle fibre composition in growing pigs. // J. Anim. Physiol. Anim. Nutr. (Berl). 2018. Vol. 102. No. 5. P. 1328-1339. DOI: 10.1111/jpn.12957
$118. Duan Y., Li F., Li Y., Tang Y., Kong X., Feng Z., Anthony T.G., Watford M., Hou Y., Wu G., Yin Y. The role of leucine and its metabolites in protein and energy metabolism. // Amino Acids. 2016. Vol. 48. P. 41-51.
$119. Davis T.A., Fiorotto M.L., Suryawan A. Bolus vs. continuous feeding to optimize anabolism in neonates. // Curr. Opin. Clin. Nutr. Metabol. Care. 2015. Vol. 18. P. 102-108.
$120. Davis T.A., Suryawan A., Orellana R.A., Fiorotto M.L., Burrin D.G. Amino acids and insulin are regulators of muscle protein synthesis in neonatal pigs. // Animal. 2010. Vol. 4. P. 1790-1796. DOI: 10.1017/S1751731110000984
$121. Davis T.A., Suryawan A., Orellana R.A., Nguyen H.V., Fiorotto M.L. Postnatal ontogeny of skeletal muscle protein synthesis in pigs. // J. Anim. Sci. 2008. Vol. 86. P. E13-18.
$122. Erimbetov K.T., Obvintseva O.V., Fedorova A.V., Zemlyanoy R.A., Solovieva A.G. Phenotypic regulation of animal skeletal muscle protein metabolism. // Ukrain. J. Ecol. 2019. Т. 9. No 4. P. 651-656. DOI: 10.15421/2019_804
$123. Freund H., Yoshimura N., Lunetta L., Fischer J. The role of the branched-chain amino acids in decreasing muscle catabolism in vivo. // Surgery. 1978. Vol. 83. P. 611-618.
$124. Figueroa J. L., Lewis A. J., Miller P. S., Fischer R. L., Diedrichsen R. M. Growth, carcass traits, and plasma amino acid concentrations of gilts fed low-protein diets supplemented with amino acids including histidine, isoleucine, and valine. // J. Аnim. Sci. 2003. Vol. 81. P. 1529-1537. DOI:10.2527/2003.8161529 x
$125. Gannon N.P., Schnuck J.K., Vaughan R.A. BCAA Metabolism and Insulin Sensitivity - Dysregulated by Metabolic Status? // Mol. Nutr. Food Res. 2018. Vol. 62. No. 6. e1700756. DOI: 10.1002/mnfr.201700756.
$126. Goodman C.A., Mayhew D.L., Hornberger T.A. Recent progress toward understanding the molecular mechanisms that regulate skeletal muscle mass. // Cell Signal. 2011. Vol. 23. P. 1896-1906.
$127. Herman M.A., Peroni O.D., Kahn B.B. Adipose-specific overexpression of Glut-4 causes hypoglycemia by altering branched chain amino acid metabolism. // Diabetes. 2006. Vol. 55. P. 311.
$128. Holeček M. The role of skeletal muscle in the pathogenesis of altered concentrations of branched-chain amino acids (valine, leucine, and isoleucine) in liver cirrhosis, diabetes, and other diseases. // Physiol. Res. 2021. Vol. 70. No 3. P. 293-305. DOI: 10.33549/physiolres.934648.
$129. Holeček M. Why are branched-chain amino acids increased in starvation and diabetes? // Nutrients. 2020. Vol. 12. No 10. P. 3087-3095. DOI: 10.3390/nu12103087.
$130. Holeček M. Branched-chain amino acids in health and disease: metabolism, alterations in blood plasma, and as supplements. // Nutr. Metab. (Lond). 2018. Vol. 15. P. 15-33. DOI: 10.1186/s12986-018-0271-1
$131. Holeček M. Branched-chain amino acids and branched-chain keto acids in hyperammonemic states: metabolism and as supplements. // Metabolites. 2020. Vol.10. No 8. P. 324. DOI: 10.3390/metabo10080324
$132. Hedden M.P., Buse M.G. General stimulation of muscle protein synthesis by branched chain amino acids in vitro. // Exp. Biol. Med. 1979. Vol. 160. P. 410-415. DOI: 10.3181/00379727-160-40460
$133. Jewell J.L., Russell R.C., Guan K.L. Amino acid signalling upstream of mTOR. // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2013. Vol. 14. P. 133-139. DOI: 10.1038/nrm3522
$134. Kwon W.B., Touchette K.J., Simongiovanni A., Syriopoulos K., Wessels A., Stein H.H. Excess dietary leucine in diets for growing pigs reduces growth performance, biological value of protein, protein retention, and serotonin synthesis. // J. Anim Sci. 2019. Vol. 97. No.10. P.4282-4292. DOI: 10.1093/jas/skz259.
$135. Kwon W.B., Soto J.A., Stein H.H. Effects on nitrogen balance and metabolism of branched-chain amino acids by growing pigs of supplementing isoleucine and valine to diets with adequate or excess concentrations of dietary leucine. // J. Anim. Sci. 2020. Vol. 98. No.11. skaa346. DOI: org/10.1093/jas/skaa346.
$136. Kainulainen H., Hulmi J.J., Kujala U.M. Potential role of branched-chain amino acid catabolism in regulating fat oxidation. // Exerc. Sport Sci. Rev. 2013. Vol. 41. P. 194-200. DOI: 10.1097/JES.0b013e3182a4e6b6.
$137. Laufenberg L.J., Pruznak A.M., Navaratnarajah M., Lang C.H. Sepsis-induced changes in amino acid transporters and leucine signaling via mTOR in skeletal muscle. //Amino Acids. 2014. Vol. 46. P. 2787-2798.
$138. Lee J., Vijayakumar A., White P.J., Xu Y., Ilkayeva O., Lynch C.J., Newgard C.B., Kahn B.B. BCAA supplementation in mice with diet-induced obesity alters the metabolome without impairing glucose homeostasis. // Endocrinology. 2021. Vol. 162. No. 7: bqab062. DOI: 10.1210/endocr/bqab062
$139. Layman D.K., Evans E., Baum J.I. Dietary protein and exercise have additive effects on body composition during weight loss in adult women. // J. Nutr. 2005. Vol. 135. P. 1903-1910.
$140. Lei J., Feng D., Zhang Y., Dahanayaka S., Li X., Yao K. Regulation of leucine catabolism by metabolic fuels in mammary epithelial cells. // Amino Acids. 2012. Vol. 43. P. 2179-2189. DOI: 10.1007/s00726-012-1302-2
$141. Li P., Knabe D.A., Kim S.W., Lynch C.J., Hutson S.M., Wu G. Lactating porcine mammary tissue catabolizes branched-chain amino acids for glutamine and aspartate synthesis. // J. Nutr. 2009. Vol. 139. P. 1502-1509. DOI: 10.3945/jn.109.105957
$142. Li Y.H., Li F.N., Duan Y.H., Guo Q.P., Wen C.Y., Wang W.L., Huang X.G., Yin Y.L. Low-protein diet improves meat quality of growing and finishing pigs through changing lipid metabolism, fiber characteristics, and free amino acid profile of the muscle. // J. Anim. Sci. 2018. Vol. 96. No. 8. P. 3221-3232.
$143. Lynch C.J., Adams S.H. Branched-chain amino acids in metabolic signalling and insulin resistance. // Nat. Rev. Endocrinol. 2014. Vol. 10. P. 723-736. DOI: 10.1038/nrendo.2014.171
$144. Monirujjaman Md., Ferdouse A. Metabolic and physiological roles of branched-chain amino acids. // Mol. Biol. 2014. Vol. 6. P. 66-72. DOI: org/10.1155/2014/364976
$145. Manjarín R., Columbus D.A., Suryawan A., Nguyen H.V., Hernandez-García A.D., Nguyet-Minh Hoang N-M., Marta L. Fiorotto M.L., Davis T. Leucine supplementation of a chronically restricted protein and energy diet enhances mTOR pathway activation but not muscle protein synthesis in neonatal pigs. // Amino Acids. 2016. Vol. 48. No. 1. P. 257-267. DOI: 10.1007/s00726-015-2078-y.
$146. Mann G., Mora S., Madu G., Adegoke O.A.J. Branched-chain amino acids: catabolism in skeletal muscle and implications for muscle and whole-body metabolism. // Front Physiol. 2021. Vol. 12. P. 702-826. DOI: 10.3389/fphys.2021.702826
$147. Meijer A.J. Amino acid regulation of autophagosome formation. // Meth. Mol. Biol. 2008. Vol. 445. P. 89-109.
$148. Nie C., He T., Zhang W., Zhang G., Ma X. Branched chain amino acids: beyond nutrition metabolism. // Int. J. Mol. Sci. 2018. Vol. 19. No. 4. P. 954. DOI: 10.3390/ijms19040954
$149. Nishimura J., Masaki T., Arakawa M., Seike M., Yoshimatsu H. Isoleucine prevents the accumulation of tissue triglycerides and upregulates the expression of PPARα and uncoupling protein in diet-induced obese mice. // J. Nutr. 2010. Vol. 140. P. 496-500. DOI: 10.3945/jn.109.108977
$150. Nair K.S., Short K.R. Hormonal and signaling role of branched-chain amino acids. // J. Nutr. 2005. Vol. 135. P. 1547-1552.
$151. Newgard C.B., An J., Bain J.R., Muehlbauer M.J., Stevens R.D., Lien L.F. A branched-chain amino acid-related metabolic signature that differentiates obese and lean humans and contributes to insulin resistance. // Cell Metab. 2009. Vol. 9. P. 311-326. DOI: 10.1016/j.cmet.2009.02.002
$152. Negro M., Giardina S., Marzani B., Marzatico F. Branched-chain amino acid supplementation does not enhance athletic performance but affects muscle recovery and the immune system. // J. Sports Med. Phys. Fitness. 2008. Vol. 48. P. 347-351.
$153. O’Connor P.M., Kimball S.R., Suryawan A., Bush J.A., Nguyen H.V., Jefferson L.S., Davis T.A. Regulation of translation initiation by insulin and amino acids in skeletal muscle of neonatal pigs. // Am. J. Physiol. Endocr. Metabol. 2003. Vol. 285. P. 40-53.
$154. Rudar M., Columbus D.A., Steinhoff-Wagner J., Suryawan A., Nguyen H. V., Fleischmann R., Davis T. A., Fiorotto M. L. Leucine supplementation does not restore diminished skeletal muscle satellite cell abundance and myonuclear accretion when protein intake is limiting in neonatal pigs. // J. Nutr. 2020. Vol. 150. P. 22-30. DOI: 10.1093/jn/nxz216
$155. Ryan K.K., Seeley R.J. Food as a hormone/ // Science. 2013. Vol. 339. P. 918-926. doi: 10.1126/science.1234062
$156. Riazi R., Wykes L.J., Ball R.O. The total branched chain amino acid requirement in young healthy adult men determined by indicator amino acid oxidation by use of L-[1-13C]phenylalanine. // J. Nutr. 2003. Vol. 133. P. 1383-1389.
$157. Rozengurt E, Sternini C. Taste receptor signaling in the mammalian gut. // Curr. Opin Pharmacol. 2007. Vol. 7. P. 557-562. DOI: 10.1016/j.coph.2007.10.002
$158. Saha A.K., Xu X.J., Lawson E. Downregulation of AMPK accompanies leucine- and glucose-induced increases in protein synthesis and insulin resistance in rat skeletal muscle. // Diabetes. 2010. Vol. 59. No 10. P. 2426-2434.
$159. Tato I., Bartrons R., Ventura F., Rosa J.L. Amino acids activate mammalian target of rapamycin complex 2 (mTORC2) via PI3K/Akt signaling. // J. Biol. Chem. 2011. Vol. 286. P. 6128-6142. DOI: 10.1074/jbc.M110.166991
$160. Tanti J.F., Jager J. Cellular mechanisms of insulin resistance: role of stress-regulated serine kinases and insulin receptor substrates (IRS) serine phosphorylation. // Curr. Opin Pharmacol. 2009. Vol. 9. P. 753-762. DOI: 10.1016/j.coph.2009.07.004
$161. Teodoro G.F.R., Vianna D., Torres-Leal F.L., Pantaleão L.C., Matos-Neto E.M., Donato J. // J. Nutr. 2012. Vol. 142. P. 924-930. DOI: 10.3945/jn.111.146266
$162. Wijekoon E.P., Skinner C., Brosnan M.E. Amino acid metabolism in the Zucker diabetic fatty rat: effects of insulin resistance and of type 2 diabetes. // Can. J. Physiol. Pharm. 2004. Vol. 82. P. 506-514.
$163. Wu G. Functional amino acids in nutrition and health. // Amino Acids. 2013. Vol. 45. P. 407-411. DOI: 10.1007/s00726-013-1500-6
$164. You J.S., Anderson G.B., Dooley M.S., Hornberger T.A. The role of mTOR signaling in the regulation of protein synthesis and muscle mass during immobilization in mice // Disease models & mechanisms. 2015. Vol. 8. P. 1059-1069.
$165. Zhang S., Zeng X., Ren M., Mao X., Qiao S. Novel metabolic and physiological functions of branched chain amino acids: a review. // J. Anim. Sci. Biotechnol. 2017. Vol. 8. P. 10-20. DOI: 10.1186/s40104-016-0139-z
$166. Zhang Q., Hou Y., Bazer F.W., He W., Posey E.A., Wu G. Amino acids in swine nutrition and production. // Adv. Exp. Med. Biol. 2021. Vol. 1285. P. 81-107. DOI: 10.1007/978-3-030-54462-1_6
$167. Zhao Y., Hawes J., Popov K.M. Site-directed mutagenesis of phosphorylation sites of the branched chain alpha-ketoacid dehydrogenase complex. // J. Biol. Chem. 1994. 269. P. 18583-18587.
$168. Zheng L., Wei H., He P., Zhao S., Xiang Q., Pang J., Peng J. Effects of supplementation of branched-chain amino acids to reduced-protein diet on skeletal muscle protein synthesis and degradation in the fed and fasted states in a piglet model. // Nutrients. 2016. Vol. 9. No 1. P. 17-25. DOI: 10.3390/nu9010017 (a)
$169. Zheng L., Wei H., Cheng C., Xiang Q., Pang J., Peng J. Supplementation of branched-chain amino acids to a reduced-protein diet improves growth performance in piglets: involvement of increased feed intake and direct muscle growth-promoting effect. // Br. J. Nutr. 2016. Vol. 115. No 12. P. 2236-2245. DOI: 10.1017/S0007114516000842. (b)
$170. Zheng L., Wei H., Cheng C., Xiang Q., Pang J., Peng J. Supplementation of branched-chain amino acids to a reduced-protein diet improves growth performance in piglets: involvement of increased feed intake and direct muscle growth-promoting effect // Br. J. Nutr. 2016. Vol. 115. No 12. – P. 2236-2245. DOI: 10.1017/S0007114516000842. (b).