Всероссийский научно-исследовательский институт физиологии, биохимии и питания животных – филиал Федерального государственного бюджетного научного учреждения «Федеральный научный центр животноводства – ВИЖ имени академика Л.К. Эрнста»
Существующие протоколы экстракорпорального созревания (IVM, in vitro maturation) ооцитов коров не учитывают необходимость поддержания их устойчивости к возрастным трансформациям на завершающем этапе IVM. В данной работе проведено сравнительное исследование компетенции к эмбриональному развитию ооцитов коров, которые созревали в 1-фазной (1Ф) и 2-фазной (2Ф) системах IVM и перед экстракорпоральным оплодотворением старели in vitro. При использовании 1Ф системы IVM ооцит-кумулюсные комплексы (ОКК) культивировали в течение 24 ч в среде ТС-199, содержащей фетальную бычью сыворотку (ФБС), фолликулостимулирующий и лютеинизирующий гормоны. В 2Ф системе ооциты созревали в тех же условиях в течение первых 12 ч, а затем в новой среде без гормонов (ТС-199, ФБС,) в течение 12 ч. После созревания в 1Ф и 2-Ф системах ОКК переносили в среду старения (ТС-199, ФБС) и проводили дополнительное культивирование в течение 10 ч, после чего подвергали экстракорпоральному оплодотворению и культивированию для эмбрионального развития. На 3-и сутки после оплодотворения ооцитов проводили морфологическую оценку раздробившихся зигот, на 7-е сутки культивирования оценивали число эмбрионов, развившихся до стадии бластоцисты, и их качество подсчётом общего числа ядер в эмбрионах с использованием метода цитологического анализа. Всего было проведено 5 независимых экспериментов. Количество ОКК в каждой экспериментальной группе варьировало от 165 до 169. Не было выявлено существенных различий между 1Ф и 2Ф группами по доле раздробившихся ооцитов, но обнаружено влияние условий созревания ооцитов на их развитие до стадии бластоцисты. При использовании 1Ф системы выход бластоцист составлял 11,7%; при переносе ОКК через 12 ч культивирования в среду 2Ф он увеличивался до 20,2 (Р<0,01). Использование двух сравниваемых протоколов IVM не изменяло качества (1) бластоцист. Заключили, что применение двухфазной системы созревания ооцитов с исключением из культуральной среды гонадотропных гормонов в последние 12 ч IVM, повышает устойчивость яйцеклеток к возрастным трансформациям, что способствует повышению их компетенцию к эмбриональному развитию после старения in vitro
1. Зиновьева Н.А., Позябин С.В., Чинаров Р.Ю. Вспомогательные репродуктивные технологии: история становления и роль в развитии генетических технологий в скотоводстве (обзор). // Сельскохозяйственная биология. 2020. Т. 55. № 2. С. 225-242. DOI: 10.15389/agrobiology.2020.2.225rus
2. Кузьмина Т.И., Лебедева И.Ю., Торнер X. и др. Эффекты пролактина в различных системах культивирования на созревание ооцитов коров и их способность к дальнейшему развитию // Онтогенез. 2001. Т. 32. № 2. С. 140-147.
3. Сингина Г.Н., Лебедева И.Ю., Шедова Е.Н., Тарадайник Т.Е., Митяшова О.С., Цындрина Е.В., Данч С.С. Способность ооцитов коров к эмбриональному развитию при созревании в разных системах двухфазного культивирования. // Сельскохозяйственная биология. 2017. Т. 52. № 4. С. 776-784. DOI: 10.15389/agrobiology.2017.4.776rus
4. Шедова Е.Н. Особенности старения зрелых ооцитов коров в условиях in vitro. // Материалы XXVI международной научно-практической конференции «Повышение конкурентоспособности животноводства и задачи кадрового обеспечения». М., 2020. С. 187-192.
5. Шедова Е.Н. Старение яйцеклеток и его влияние на эффективность репродукции у домашних животных. .// Материалы XXVII международной научно-практической конференции «Повышение конкурентоспособности животноводства и задачи кадрового обеспечения». МО, 2021. С. 205-209.
6. Funahashi H., Day B.N. Effects of the duration of exposure to hormone supplements on cytoplasmic maturation of pig oocytes in vitro. // J. Reprod. Fertil. 1993. Vol. 98. P. 179-185. DOI: 10.1530/jrf.0.0980179
7. Galli C., Duchi R., Crotti G., Turini P., Ponderato N., Colleoni S., Lagutina I., Lazzari G. Bovine embryo technologies. // Theriogenology. 2003. Vol. 59. nr 2. P. 599-616. DOI: 10.1016/S0093-691X(02)01243-8
8. Guemra S., da Silva Santo E., Zanin R., Monzani P.S., Sovernigo T.C., Ohashi O.M., Verde Leal C.L., Adona P.R. Effect of temporary meiosis block during prematuration of bovine cumulus-oocyte complexes on pregnancy rates in a commercial setting for in vitro embryo production. // Theriogenology. 2014. Vol. 81 nr 7. P.982-987. DOI: 10.1016/j.theriogenology.2014.01.026
9. Ivata H. Age‐associated events in bovine oocytes and possible countermeasure. // Reprod. Med. Biol. 2016. Vol. 15 nr 3. P. 155-164. DOI:10.1007/s12522-015-0233-5
10. Kong Q.Q., Wang J., Xiao B., Lin F.H., Zhu J., Sun G.Y., Luo M.J., Tan J.H. Cumulus cell released tumor necrosis factor (TNF)-a promotes post-ovulatory aging of mouse oocytes. // Aging (Albany NY). 2018. Vol. 10. nr 7. P. 1745-1757. DOI:10.18632/aging.101507.
11. Koyama K., Kang S., Huang W.,Yanagawa Y., Takahashi Y., Nagano M. Aging-related changes in in vitro-matured bovine oocytes: oxidative stress, mitochondrial activity and ATP content after nuclear maturation. // J. Reprod. Dev. 2014. Vol. 60. nr 2. P. 136–142. DOI: 10.1262/jrd.2013-115
12. Lebedeva I. Yu., Singina G.N., Lopukhov A.V., Zinovieva N.A. Effects of cumulus cells and pituitaryhormones on age-associated cellular changes during the prolonged culture of bovine oocytes. // Reprod. Fertil. Dev. 2014. Vol. 26. nr 1. P. 196.
13. Lebedeva I. Yu., Singina G.N., Shedova E.N., Zinovieva N.A. Modulating the quality of bovine oocytes aging in vitro by cumulus cells and prolactin. // Reprod. Domest. Anim. 2016. Vol. 51. nr 5. P. 107.
14. Lebedeva I. Yu., Singina G.N., Lopukhov A.V., Zinovieva N.A. Dynamics of morphofunctional changes in aging bovine ova during prolonged culture in vitro. // Cell and Tissue Biology. 2014. Vol. 8. nr 3. P. 258-266. DOI: 10.1134/S1990519X14030080
15. Lonergan P., Fair T. In vitro-produced bovine embryos: dealing with the warts. // Theriogenology. 2008. Vol. 69. P. 17-22. DOI: 10.1016/j.theriogenology.2007.09.007.
16. Miao Y.L., Kikuchi K., Sun Q.Y., Schatten H. Oocyte aging: cellular and molecular changes, developmental potential and reversal possibility. // Hum. Reprod. Update. 2009. Vol. 15. P. 573-585. DOI: 10.1093/humupd/dmp014
17. Parrish J.J. Bovine in vitro fertilization: in vitro oocyte maturation and sperm capacitation with heparin. // Theriogenology. 2014. Vol. 81. nr 1. P. 67-73. DOI: 10.1016/j.theriogenology.2013.08.005
18. Ponsart С., Bourhis D. L., Knijn H., Fritz S., Guyader-Joly C., Ottern T., Lacaze S., Charreaux F., Schibler L., Dupassieux D., Mullaart E. Reproductive technologies and genomic selection in dairy cattle. // Reprod. Fertil. Dev. 2013. Vol. 26. nr 1. P. 12-21. DOI: 10.1071/RD13328
19. Singina G. N., Lebedeva I.Yu., Taradajnic T.E., Zinovieva N.A. Role of pituitary hormones and cumulus cells in modulating the developmental capacity of aging bovine oocytes. // Reprod. Fertil. Dev. 2015. Vol. 27. nr 1. P. 204.
20. Singina G.N., Lebedeva I.Yu., Lopukhov A.V., Shedova E.N., Tsyndrina E.N, Litvinova V.V. Effect of prolactin and dithiothreitol during prolonged culture of aging oocytes on the development potential of parthenogenetic bovine embryos. // Anim. Reprod. 2017 а. Vol. 14. nr 3. P. 965.
21. Singina G.N., Shedova E.N., Lopukhov A.V., Lebedeva I. Yu., Dunch S.S. Effects of the prolonged culture conditions on the apoptosis resistance and developmental competence of bovine oocytes. // Reprod. Domest. Anim. 2017 б. Vol. 52. nr 3. P. 135.
22. Singina G.N., Shedova E.N., Lopukhov A.V., Mityashova O.S., Lebedeva I. Yu. Delaying effects of prolactin and growth hormone on aging processes in bovine oocytes matured in vitro. // Pharmaceuticals. 2021. Vol. 14. nr 7. P. 684. DOI: 10.3390/ph14070684)
23. Stroebech L., Mazzoni G., Pedersen H.S., Freude K.K., Kadarmideen H.N., Callesen H., Hyttel P. In vitro production of bovine embryos: revisiting oocyte development and application of systems biology. // Animal Reproduction. 2015. Vol. 12. nr. 3. P. 465-472.
24. Takahashi T., Igarashi H., Amita M., Hara S., Kurachi H. Cellular and molecular mechanisms of various types of oocyte aging. // Reprod. Med. Biol. 2011. Vol. 10. nr 4. P. 239-249. DOI: 10.1007/s12522-011-0099-0
25. Takahashi T., Igarashi H., Amita M., Hara S., Matsuo K., Kurachi H. Molecular mechanism of poor embryo development in postovulatory aged oocytes: mini review. // J. Obstet. Gynaecol. Res. 2013. Vol. 39. nr 10. P. 1431-1439. DOI: 10.1111/jog.12111.
26. Thompson J.G., Lane M., Gilchrist R.B. Metabolism of the bovine cumulus-oocyte complex and influence on subsequent developmental competence. // Soc. Reprod. Fertil. Suppl. 2007. Vol. 64. P. 179-190.
27. Wrenzycki C., Stinshoff H. Maturation environment and impact on subsequent developmental competence of bovine oocytes. // Reprod. Domest. Anim. 2013. Vol. 48. nr 1. P. 38-43. DOI: 10.1111/rda.12204