Всероссийский научно-исследовательский институт физиологии, биохимии и питания животных – филиал Федерального государственного бюджетного научного учреждения «Федеральный научный центр животноводства – ВИЖ имени академика Л.К. Эрнста»
АКТИВНОСТЬ И ТЕМПЕРАТУРНЫЕ ХАРАКТЕРИСТИКИ ПЕПТИДАЗ СЛИЗИСТОЙ ОБОЛОЧКИ КИШЕЧНИКА У ЧЕХОНИ Pelecus cultratus (L.)
- Номер: 4
- Страницы: 39-46
Журнал: Проблемы биологии продуктивных животных
Аннотация:
Цель исследования − изучение температурных характеристик пептидаз, гидролизующих белковые компоненты пищи у чехони Pelecus cultratus (L.), сем. Cyprinidae (карповые). Рыбы выловлены в Волжском плесе Рыбинского водохранилища. Проводили морфометрический анализ тела, извлекали кишечник, помещали его на ледяную баню, освобождали от жира, разрезали вдоль, с помощью металлического шпателя и пинцета изымали содержимое, при этом кишка не промывалась. При помощи мягкого пластмассового шпателя отделяли слизистую оболочку кишечника от 4-х рыб, перемешивали и готовили гомогенаты с использованием охлаждённого раствора Рингера для холоднокровных животных при рН 7.4. Гомогенаты и субстрат инкубировали в диапазоне температур 0-70ºС в течение 30 мин. Для определения активности трипсиноподобных пептидаз (суммарная активность эндо- и экзопептидаз) (АТ) в качестве субстрата использовали казеин, для определения активности химотрипсиноподобных пептидаз (АХ) – гемоглобин, активность пептидаз определяли по приросту тирозина за 1 мин инкубации с учетом фона в расчёте на 1 г ткани. Кривые температурной зависимости АТ и АХ слизистой оболочки кишечника схожи и не соответствуют классической колоколообразной форме; в диапазоне 10-60ºС относительная активность пептидаз близка к величине, соответствующей температурному оптимуму (60ºС). При температуре активного питания рыб величина Q10 для АТ и АХ слизистой оболочки кишечника близка к 1, для АХ в зоне 0-10°С − 1.1. Значения Еакт для АТ слизистой оболочки кишечника в зоне низких температур (0-10ºС) составляет 1.06, в зоне более высоких температур (10-60ºС) − 0.09 ккал/моль, для АХ – 1.77 и 0.52 ккал/моль соответственно. Более низкие величины Еакт, в сравнении с данными, полученными при раздельном исследовании ферментов, обеспечивающих мембранное и полостное пищеварение, а также очищенных ферментов, свидетельствует о том, что переваривание белковых компонентов корма в реальных условиях требует меньших энергетических затрат. Поскольку при приготовлении гомогенатов сохранялись все ферменты, функционирующие в зоне щеточной каймы энтероцитов, высказано предположение, что более высокая скорость протеолиза в зоне низких температур обусловлена эффектами взаимодействия отдельных ферментов цепи пептидаз, а эффект положительной кооперативности в процессах пищеварения может играть важную роль у рыб и других животных.
Литература:
1. Диксон М., Уэбб Э. Ферменты. Т. 1. − М.: Мир, 1982. − 392 с.
2. Кузьмина В.В. Влияние температуры на уровень общей протеолитической активности пищеварительного тракта некоторых видов пресноводных костистых рыб // Вопросы ихтиологии. – 1990. – № 30. – Вып. 4. – С. 668-677.
3. Кузьмина В.В. Процессы экзотрофии у рыб. Организация. Регуляция. Адаптации. − М.: Полиграф-Плюс, 2015. − 260 с.
4. Кузьмина В.В. Морозова Е.Н. Влияние температуры на активность a-амилазы у пресноводных костистых рыб // Вопросы ихтиологии. – 1977. – Т. 17. – Вып. 5(106) – С. 922-929.
5. Решетников Ю.С. (Ред.) Аннотированный каталог круглоротых и рыб континентальных вод России. − М.: Наука, 1998. − 220 с.
6. Уголев А.М., Кузьмина В.В. Пищеварительные процессы и адаптации у рыб. − СПб: Гидрометеоиздат,. 1993. − 238 с.
7. Ушакова Н.В., Кузьмина В.В. Активность протеиназ у рыб разных экологических групп и их потенциальных объектов питания // Вопросы ихтиологии. – 2010. – Т. 50. − № 4. − С. 554-560.
8. Шалыгин М. В. Роль протеиназ объектов питания и энтеральной микробиоты в температурных адаптациях пищеварительной системы рыб разных экологических групп: aвтореф. дисс. ... к б.н. − Борок, ИБВВ РАН, 2013. − 22 с.
9. Anson M. The estimation of pepsin, trypsin, papain and cathepsin with hemoglobin // J. Gen. Physiol. - 1938. - Vol. 22. - P. 79-83.
10. Ásgeirsson B., Fox J.W., Bjarnason J.B. Purification and characterization of trypsin from the poikilotherm Gadus morhua // Eur. J. Biochem. - 1989. - Vol. 180. – P. 85-94.
11. Bezerra R.S., Santos J.F., Paiva P.M.G., Correia M.T.S., Coelho L.C.B.B., Vieira V.L.A., Carvalho L.B.Jr. Partial purification and characterization of a thermostable trypsin from pyloric caeca of tambaqui (Colossoma macropomum) // J. Food Biochem. – 2001. – Vol. 25. – P. 199-210.
12. Kishimura H., Tokuda Y., Klomklao S., Benjakul S., Ando S. Enzymatic characteristics of trypsin from pyloric ceca of spotted mackerel (Scomber australasicus) // J. Food Biochem. – 2006. – Vol. 30. – P. 466-477.
13. Kuz'mina V.V., Skvortsova E.G., Shalygin M.V., Kovalenko E.E. Role of peptidases of the enteral microbiota and preys in temperature adaptations of the digestive system in planktivorous and benthivorous fish // Fish Physiol. Biochem. – 2015. – Vol. 41. – No. 6. – P. 1359-1368.
14. Kuz'mina V.V., Zolotareva G.V., Sheptitskiy V.A. Proteolytic activity in some freshwater animals and associated microbiota in a wide pH range // Fish Physiol. Biochem. 2017. V. 43. Issue 2. P. 373-383. DOI:10.1007/s10695-016-0293-4.
15. Munilla-Moran R., Sabarido-Rey F. Digestive enzymes in marine species. 1. Proteinase activities in gut from redfish (Sebastes mentella), seabream (Sparus auratus) and turbot (Scophthalmus maximus) // Compar. Biochem. Physiol. – 1996. – Vol. 113B. – No. 2. – P. 395-402.
16. Natalia Y., Hashim R., Ali A., Chong A. Characterization of digestive enzymes in acarnivorous ornamental fish, the Asian bony tongue Scleropages formosus (Osteoglossidae) // Aquaculture. – 2004. – Vol. 233. – P. 305-320.
17. Pavlisko A., Rial A., Coppes Z. Characterization of trypsin purified from the pyloric caeca of the southwest Atlantic white croaker Micropogohias furnieri (Sciaenidae) // J. Food Biochem. –1997a. – Vol. 21. – P. 383-400.
18. Pavlisko A., Rial A., Coppes Z. Purification and characterizationof a protease from the pyloric caeca of menhaden (Brevoortia spp) and mullet (Mugil spp) from the southwest Atlantic region // J. Food Biochem. – 1999 – Vol. 23 – P. 225-241.
19. Pavlisko A., Rial A., de Vecchi S., Coppes Z. Properties of pepsin and trypsin isolated from the digestive tract of Parona signata "Palometa" // J. Food Biochem. – 1997b. – Vol. 21. – P. 289-308.
20. Sabapathy U., Teo L.-H. Some properties of the intestinal proteases of the rabbitfish, Siganus canaliculatus (Park) // Fish Physiol. Biochem. – 1995. – Vol. 14. – P. 215-221.